表观遗传编辑技术靶向胎儿血红蛋白基因治疗β-血红蛋白病的新策略

本研究针对β-血红蛋白病（如镰状细胞贫血和β-地中海贫血）的临床治疗难题，通过CRISPR-dCas9表观遗传编辑系统靶向调控HBG1/2启动子的DNA甲基化和组蛋白乙酰化修饰。研究人员利用dCas9-Tet1和dCas9-CBP工具特异性解除胎儿γ-珠蛋白（HbF）的表观沉默，在患者造血干细胞中实现持久性HbF再激活（达40%），显著改善红细胞镰变表型。该研究首次证实DNA甲基化是HbF沉默的关键表观遗传驱动因素，为开发无DNA断裂风险的精准治疗提供新范式。

　　

β-血红蛋白病是全球最常见的单基因遗传疾病，包括镰状细胞贫血（SCD）和β-地中海贫血。这些疾病源于HBB基因突变导致成人β-珠蛋白链合成缺陷，引发严重贫血和多器官损伤。有趣的是，部分患者因遗传性胎儿血红蛋白持续症（HPFH）而持续表达γ-珠蛋白（HBG），其形成的胎儿血红蛋白（HbF）可显著缓解临床症状。这提示通过重新激活HBG基因表达可能成为治疗新策略。然而，传统基因编辑技术存在DNA双链断裂风险，且HbF沉默的表观遗传机制尚未完全阐明。

法国巴黎西岱大学Imagine研究所（Laboratory of Chromatin and Gene Regulation during Development, Imagine Institute, INSERM UMR1163, Paris Cité University）的Annarita Miccio团队在《Nucleic Acids Research》发表研究，通过创新性表观遗传编辑技术解析HBG基因调控机制，并开发出安全有效的治疗策略。研究人员采用CRISPR-dCas9系统分别搭载DNA去甲基化酶Tet1（dCas9-Tet1）和组蛋白乙酰转移酶CBP（dCas9-CBP），靶向修饰SCD患者造血干细胞中HBG启动子的表观遗传标记。

关键技术包括：（1）多重sgRNA设计靶向HBG启动子关键区域；（2）mRNA电穿孔递送表观遗传编辑器至原代造血干细胞；（3）体外三阶段红细胞分化体系评估HbF表达；（4）纳米孔测序全基因组DNA甲基化分析；（5）NBSGW小鼠模型验证体内疗效。

不同表观遗传标记特征揭示HBG调控机制
通过分析胎儿与成人红细胞表观基因组，发现活跃转录的HBG启动子呈现低DNA甲基化（CpG位点-252至+50）和高活性组蛋白标记（H3K27ac/H3K4me3）。引人注目的是，通过碱基编辑引入HPFH突变后，伴随HBG激活的启动子区域发生显著去甲基化，提示DNA甲基化动态变化与基因活性直接相关。

靶向组蛋白乙酰化激活HBG表达
在HEK293T模型中，dCas9-CBP通过sgRNA引导在HBG启动子沉积H3K27ac，使HBG表达提升10⁴倍。优化发现组合使用4条sgRNA（-28/-115/-197/-211）效果最佳，但激活持续时间有限（17天内回落至基线），表明需要更稳定的表观遗传修饰。

DNA去甲基化驱动持久性HbF再激活
在SCD患者造血干细胞中，dCas9-Tet1使HBG启动子CpG甲基化降低38%，产生40% HbF阳性红细胞，显著优于单独使用dCas9-CBP（30%）。双编辑器联用未显示协同效应，证实DNA去甲基化是持久激活的关键。RP-HPLC显示γ-珠蛋白链占比达40%时，α/非α珠蛋白链比例保持正常，且镰变红细胞减少50%，达到临床改善阈值。

特异性与安全性验证
RNA-seq显示编辑组仅113个基因差异表达（81个上调），主要涉及RNA感知通路，无HbF调控相关基因脱靶。纳米孔测序证实DNA去甲基化精确局限于HBG启动子（±25kb区域甲基化仅降低7%）。移植实验表明编辑后的造血干细胞在NBSGW小鼠中保持长期多系重建能力，16周后仍可检测到HbF⁺红细胞。

这项研究具有三重突破性意义：首先，确立DNA甲基化是HbF沉默的表观遗传"刹车"，为机制研究提供新视角；其次，开发出无DNA断裂风险的表观遗传编辑方案，通过瞬时编辑器表达实现持久疗效；最后，在患者原代细胞和动物模型中验证临床转化潜力。相较于现有CRISPR-Cas9切割策略，该技术避免染色体畸变风险，为β-血红蛋白病提供更安全的治疗选择。未来研究可探索优化编辑器持久性或联合靶向其他表观遗传因子，以进一步提升HbF诱导效率。