Nature方法：干细胞分离新技术

　　

生物通报道  根据细胞间容易分辨的粘附力物理差异，一项新的分离技术有可能帮助扩大细胞重编程的干细胞生产量。通过推动新的研究，这一分离技术还可能促使改进重编程技术，帮助科学家们模拟某些疾病过程。发表在4月7日《自然方法》（Nature Methods）杂志上的一篇论文对这一分离技术进行了详细的描述。

重编程技术使得一小部分的细胞（通常取自皮肤或血液）能够变成人类诱导多能干细胞(hiPSCs)。这些hiPSCs具有生成广泛的其他细胞种类的能力。通过获取来自患者自身身体的细胞，重编程技术为有一天能够实现再生治疗，例如提供新心脏细胞治疗心血管疾病，或新的神经元治疗阿尔茨海默氏症或帕金森氏病带来了希望。

然而目前细胞重编程技术的效率较低下，生成的目的细胞混合物只占总体细胞的一小部分。当前分离多能干细胞是一个费时的过程，需要一定的技术水平，因此限制了该技术的使用，阻碍了有潜力的治疗。

为了解决这一问题，来自乔治亚理工学院的研究人员证实，根据细胞与一个微型微流体设备中基板的粘附度，可利用一种可调过程进行细胞分离。由于hiPSCs的粘附性和与之混合的细胞存在显著的差异，这使得分离出的潜在治疗细胞纯度可以达到99%。

完成这一高通量的分离过程，只需不到10分钟的时间，不依赖于抗体等标记技术。由于它能够分离完整的细胞克隆，避免了损害细胞，使得细胞生存率超过80%。生成的细胞维持了正常的转录谱、分化潜能和核型。

研究的课题领头人、乔治亚理工学院Andrés García 说：“分离的原理是基于粘附强度物理现象，它受到基础生物学的调控。这是一个非常强大的平台技术，它易于执行，易于扩展。”

国立卫生研究院下属国立综合医学研究所的Paula Flicker说：“科学家们应用他们对于人类多能干细胞粘附性的新认识，开发了一种快速、有效的方法，用来分离这些具有医学重要性的细胞。他们的工作创新性地将基础生物学发现转化为了一种具有临床潜力的策略。

乔治亚理工大学干细胞工程中心主任Todd McDevitt说，一项改进的分离技术对于将重编程生成的诱导多能干细胞转化为可行性治疗至关重要。

McDevitt 说：“用作研究用途，依赖标记试剂分离细胞不是个大问题。但当我们进入到人类细胞治疗商业化和生产时，我们需要一种无偏倚的、可扩展的技术方法。”

这一被命名为µSHEAR（micro stem cell high-efficiency adhesion-based recovery）的分离技术，使得整个实验室流程标准化，不受用户技术水平的影响，可提供一致的结果。

这一µSHEAR技术放弃了了解随重编程过程进展细胞的形态学改变。利用一种自转的磁盘设备，研究人员对hiPSCs、来源体细胞、部分重编程细胞，和开始分化的重编程细胞的粘附性进行了测试，他们测量了其“粘性特征”——即将细胞与包被特异蛋白质的基板分离所需的力度。

在测试中，研究人员首先使培养细胞与基板结合，然后让它们经受一种缓冲液流动冲洗。粘附特性较低的细胞会在较低的流速下与基板分离。通过改变流速，研究人员能够分离出特定类型的细胞，使得生成的干细胞培养物纯度达到99%，这些细胞只占总体培养物的百分之几。

García 解释说：“在重编的不同阶段，我们看到控制粘附力的细胞结构分子组成和分布存在着差异。一旦我们知道每种细胞类型的粘附力范围，我们就可以运用这些狭小的范围，来选取在每个范围内脱离的细胞群体。”

García说，采用廉价的一次性“盒子”，可以扩展这种微流体系统，从而提高生成的细胞量，提供特异的分离。

不同于现有的标记技术，新的分离过程可运用于细胞克隆，避免了打散克隆进行分离造成的细胞破坏风险。研究人员已用重编程血细胞和皮肤细胞对这一分离过程进行了检测。

除了直接应用于生产干细胞，这一分离技术还可能有助于科学家们开展其他需要进行细胞分离的研究，包括有潜力改进重编程技术。

McDevitt说：“细胞重编程就是一个黑匣子。你启动这一重编程过程，当细胞完全重编程之时，你可以凭视觉挑选出它们。但对于这些有关这一过程的有趣的科学问题，通过分离出经受重编程的细胞，我们或许能够生成一些关于这一过程发生机制的新发现。”

（生物通：何嫱）

生物通推荐原文摘要：

Adhesion strength–based, label-free isolation of human pluripotent stem cells

We demonstrate substantial differences in 'adhesive signature' between human pluripotent stem cells (hPSCs), partially reprogrammed cells, somatic cells and hPSC-derived differentiated progeny. We exploited these differential adhesion strengths to rapidly (over ~10 min) and efficiently isolate fully reprogrammed induced hPSCs (hiPSCs) as intact colonies from heterogeneous reprogramming cultures and from differentiated progeny using microfluidics. hiPSCs were isolated label free, enriched to 95%–99% purity with >80% survival, and had normal transcriptional profiles, differentiation potential and karyotypes. We also applied this strategy to isolate hPSCs (hiPSCs and human embryonic stem cells) during routine culture and show that it may be extended to isolate hPSC-derived lineage-specific stem cells or differentiated cells.