清华大学施一公年底再发Science文章：六篇文章把一个故事说完整

整整6篇Science文章，施一公研究组讲述了酵母剪接体循环的一个几近完整的故事……

　　

生物通报道：去年年中，清华大学著名教授施一公研究组在Science发表了两篇背靠背研究长文，报道了通过单颗粒冷冻电子显微技术（冷冻电镜）解析的酵母剪接体近原子分辨率的三维结构。2016年初与年中时，这一研究组又分别报道了酿酒酵母剪接体组装过程中一个关键复合物的冷冻电镜结构，以及酵母剪接体激活状态结构和第一步催化反应后的酵母剪接体的结构。为了把这个故事说完整，在最新一期（12月15日）Science杂志上，施一公研究组又再次公布最新研究成果：第二步催化反应后的酵母剪接体结构，这一结构的分辨率高达 4.0 Å。

剪接体作为真核细胞中催化pre-mRNA剪接过程的执行者，是真核生物最基本的分子机器之一，对于正常生命活动具有至关重要的作用。但是自上世纪70年代后期RNA剪接的发现以来，科学家们一直在步履维艰地探索其中的分子奥秘，期待早日揭示这个复杂过程的分子机理。

施一公教授研究组通过优化了蛋白提纯方案，首次获得了酿酒酵母U4/U6.U5 tri-snRNP复合物原子分辨率的结构（清华施一公院士发表2016开年Science文章），并在今年7月，捕获了酵母剪接体分别处于激活状态和第一步催化反应后的总体分辨率分别为3.5和3.4埃的两个高分辨率冷冻电镜结构（清华施一公院士Science同日发表两篇文章 ）。这无疑是这一研究领域的突破性进展。

但剪接过程并没有这么简单，剪接体在pre-mRNA剪接反应过程中作为核酶催化需要完成两步转酯反应，第一步是释放5’末端外显子，生成一个内含子-3’末端外显子的套索结构，然后连接上两个外显子，切除内含子。第二步是通过催化激活的剪接体（C* complex）完成最后进程。

在最新这篇文章中，研究人员就报道了酵母剪接体C* complex，总体平均分辨率高达4.0 Å的冷冻电镜结构。第一步催化反应后的剪接体被称为C complex，将变化为C* complex的剪接体与第一步剪接体做比较，研究人员发现了一些结构上的变化，如第一步中的剪接因子Cwc25 和 Yju2 已经从活性部位解离了下来，套索结构连接处为即将进入的3’末端外显子序列挪出了15-20 Å的空间等等。

这些结构与之前报道的系列结构组合在一起，组成了一个几近完整的剪接体循环的分子机制拼图，讲述了剪接体的一个完整故事。

（生物通：张迪）

作者简介：

施一公

河南郑州人，世界著名的结构生物学家，美国双院外籍院士，中国科学院院士。曾是美国普林斯顿大学分子生物学系建系以来最年轻的终身教授和讲席教授。

2008年2月至今，受聘清华大学教授；2009年9月28日起，任清华大学生命科学学院院长。获2010年赛克勒国际生物物理学奖。2013年4月当选美国艺术与科学院外籍院士、美国科学院外籍院士。2013年12月19日，施一公当选中国科学院院士。2014年4月2日，施一公获爱明诺夫奖，成为获此奖项的第一位中国人。该奖为国际知名奖项，由瑞典国王亲自颁发。

主要科研领域与方向：
主要运用结构生物学和生物化学的手段研究肿瘤发生和细胞凋亡的分子机制，集中于肿瘤抑制因子和细胞凋亡调节蛋白的结构和功能研究与重大疾病相关膜蛋白的结构与功能的研究。

原文摘要：

Structure of a yeast step II catalytically activated spliceosome

Each cycle of pre-mRNA splicing comprises two sequential reactions, first freeing the 5′-exon and generating an intron lariat-3′-exon, and then ligating the two exons and releasing the intron lariat. The second reaction is executed by the step II catalytically activated spliceosome (known as the C* complex). Here, we present the cryo–electron microscopy (cryo-EM) structure of a C* complex from Saccharomyces cerevisiae at an average resolution of 4.0 Å. Compared with the preceding spliceosomal complex (C complex), the lariat junction has been translocated by 15 to 20 Å to vacate space for the incoming 3′-exon sequences. The step I splicing factors Cwc25 and Yju2 have been dissociated from the active site. Two catalytic motifs from Prp8 (the 1585-loop and the β-finger of the RNaseH-like domain), along with the step II splicing factors Prp17 and Prp18 and other surrounding proteins, are poised to assist the second transesterification. These structural features, together with those reported for other spliceosomal complexes, yield a near-complete mechanistic picture on the splicing cycle.