遗传界大牛Nature子刊：解决CRISPR基因驱动隐忧的新策略

　　

生物通报道  基因驱动技术大大增加了特异基因传递给所有后代的机会，在开发他们首个合成基因驱动成果的同时，哈佛医学院著名遗传学教授、Wyss研究所的核心成员George Church，与哈佛医学院生物工程师Kevin Esvelt博士一起，帮助率先制定了积极的生物安全措施，确保可在受限的实验室试验中有效及安全地研究基因驱动。

他们想象，利用称作为CRISPR-Cas9的RNA引导基因编辑系统设计的合成基因驱动，有一天可以用于实验室外阻止致命的昆虫及动物传播疾病，消灭威胁生态系统和农业的入侵物种。

现在，在发表于11月16日《自然生物技术》（Nature Biotechnology）杂志上的一项新研究中，由Church和Esvelt领导的一个研究小组演示了利用基因驱动开展研究工作的几个有效安全保障机制，并提供了首个方法来逆转基因驱动传播的改变。

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Church被誉为是个人基因组学和合成生物学的先锋。1984年，Church和Walter Gilbert发表了首个直接基因组测序方法，该文章中的一些策略现在仍应用在二代测序技术中。此外，如今的多重化分子技术和条码式标签也是他发明的。Church还是纳米孔测序技术的发明者之一（延伸阅读：Nature：遗传学大牛刷新CRISPR基因编辑记录 ）。

与Wyss研究所合成生物学平台的研究人员一起，Church和Esvelt领导基因驱动研究团体探讨了负责任的实验室行为及积极的、安全保障基因驱动研究的方针指南。他们最新的研究验证了研究小组开发出来的一些安全保障方案的有效性，例如增加及改进物理生物防护屏障，及引入所谓的“分子约束”机制——利用遗传改造来阻止实验室生物在可能性非常小的事件中存活及繁殖，甚至逃至生态系统中。

Esvelt说：“基因驱动研究团体一直在积极探讨，应该如何做才能保护共同的生态系统，现在我们证实了提出的安全保障措施可极好地发挥作用，因此每个基因驱动研究人员都应该在每个相关实验室生物中采取这些措施。”

CRISPR基因驱动是利用RNA序列来引导切割基因的Cas9到达特异靶基因处完成编辑。研究小组开发的分子约束机制是通过操控这些生物学元件来阻止基因驱动在野外起作用。通过分开导向RNA和Cas9蛋白，使得它们不在同一生物体内共同编码，或插入一个人工序列到靶基因中，基因驱动只会在实验室生物体中激活，因此无法在野外发挥作用。

论文的共同第一作者、Wyss研究所及哈佛医学院James Dicarlo说：“在实验室中利用酵母，我们还证实了可以逆转基因驱动施加给群体的一种性状。”研究小组指出采用这一保障措施，在有需要时可以重写基因驱动介导的群体水平改变。在这种情况下，最初施加的性状可以逆转，CRISPR基因驱动系统的生物学“机器”仍然存在，但却在生物体DNA中失活。

这一可逆机制不只是在基因驱动造成意外副作用情况下的一个现成、有用的备用系统；能够施加或逆转基因驱动效应有一天也有可能用于管控诸如蚊子、入侵物种和破坏农作物的昆虫等疾病传播生物。

尽管在做好准备将基因驱动应用于受限的实验室试验之外的领域之前，还需在实验室完成较多的工作，科学家们现在拥有了可以安全完成这些试验的工具。同时，基因驱动本身就是可用来破坏实验室动物基因组，及获得有关基因复杂相互作用新见解的有用实验室工具。

哈佛医学院血管生物学教授、Wyss研究所创始主任Donald Ingber说：“基因驱动有着巨大的潜力来解决当前我们没有解决方案的一些全球问题，例如疟疾。但该领域需要积极开发出一些安全保障机制，及可逆能力来确保这一新技术的安全性，实现其巨大的潜力为人类造福。”

（生物通：何嫱）

生物通推荐原文摘要：

Safeguarding CRISPR-Cas9 gene drives in yeast

RNA-guided gene drives capable of spreading genomic alterations made in laboratory organisms through wild populations could be used to address environmental and public health problems. However, the possibility of unintended genome editing occurring through the escape of strains from laboratories, coupled with the prospect of unanticipated ecological change, demands caution. We report the efficacy of CRISPR-Cas9 gene drive systems in wild and laboratory strains of the yeast Saccharomyces cerevisiae. Furthermore, we address concerns surrounding accidental genome editing by developing and validating methods of molecular confinement that minimize the risk of unwanted genome editing. We also present a drive system capable of overwriting the changes introduced by an earlier gene drive. These molecular safeguards should enable the development of safe CRISPR gene drives for diverse organisms.