Science解析神秘的mRNA甲基化

　　

生物通报道：早在四十年前，人们就发现信使RNA上存在着腺嘌呤上的甲基化修饰（m6A）。这种m6A修饰非常普遍，出现频率大约是3-5个残基/mRNA。不过当时人们并不清楚这种修饰有何功能。近年来，科学家们逐渐解开了这种mRNA甲基化的神秘面纱，本期Science杂志发文对此进行了介绍。

2011年研究者们发现，一种被称为FTO（fat mass and obesity-associated protein）的酶能够催化m6A去甲基化。这说明至少有一些m6A修饰是可逆的，而且可能受到了动态调控。随后，一系列描述m6A功能的文章陆续出现，不过这些研究并没有形成一个完整的体系。

2012年两项RNA“甲基化组”研究，鉴定了整个转录组中发生了m6A修饰的mRNA。研究指出，约有7000个mRNA出现了m6A修饰。这些甲基化位点大多出现在一致性序列Pu[G>A]m6AC[A/C/U]，不过符合要求的位点中只有10%真正被甲基化。虽然这两项研究的结果并不完全一致，都显示m6A在人类和小鼠的转录组中非常保守，这说明这种修饰很可能具有重要的功能。此外研究者们还发现，m6A甲基化酶的减少，会导致剪切模式大规模改变。

近来还有研究者发现，通过减少m6A甲基化酶来抑制甲基化会扰乱生物钟，使生物钟周期延长。而过表达这种甲基化酶会使周期缩短。研究显示，当m6A甲基化被抑制时，细胞核的mRNA输出受到延迟。此外细胞中还出现了广泛的mRNA稳定化，特别是与生物钟有关的蛋白编码mRNA。

另一些研究者检测了RNA去甲基化酶缺失的影响。作为首个被发现的m6A去甲基化酶，FTO属于一类催化大量氧化反应的酶家族。研究者们对这些酶进行系统性分析，发现该家族中的另一个成员ALKBH也是一种m6A去甲基化酶。FTO和ALKBH5都位于细胞核的核斑（nuclear speckle）中，这里是剪切因子的聚集地。人们推测，m6A甲基化对剪切的影响与上述定位有关。研究显示，在体外培养的细胞中抑制ALKBH5，会影响约3000个mRNA亚型。此外，ALKBH5缺陷型小鼠虽然表面上可以正常长大。但缺乏这种去甲基化酶的雄性小鼠是不育的。

上述研究表明，至少存在一种以上的因子负责识别m6A。在最近的一项研究中，研究者们鉴定了特异性识别m6A的RNA结合蛋白YTHDF2。他们发现，YTHDF2的结合大量出现在甲基化的mRNA上。此外，核糖体图谱（ribosome profiling）和免疫荧光技术显示，YTHDF2的结合导致mRNA从翻译中的核糖体转移到细胞质的P-body，并在那里被降解。而且mRNA的降解程度与其甲基化位点数有关。研究显示，抑制YTHDF2可以增加目标转录本的稳定性。

尽管这些研究为人们展示了m6A修饰的分布和重要性，但仍有一些基础问题未能得到解决。其中一个首要的问题就是，细胞如何实现这种修饰的特异性。很明显，序列一致性还不足以回答这个问题，二级结构好像也没什么关系。不过如果甲基化是与转录同步的，那么可能染色质状态会对修饰位点的选择起到某种作用。另外，人们也还未能明确m6A在细胞核RNA代谢中的具体功能。可能细胞核中的因子可以识别这种修饰，也可能这种修饰阻止或改变了一些蛋白的结合。而且去甲基化酶FTO的重要性也有待进一步研究。（推荐阅读：成功ChIP的三大秘诀）

参考文献：

1. J. A. Bokar, M. E. Shambaugh, D. Polayes, A. G. Matera, F. M. Rottman, RNA 3, 1233 (1997).

2. G. Jia et al., Nat. Chem. Biol. 7, 885 (2011).

3. D. Dominissini et al., Nature 485, 201 (2012).

4. K. D. Meyer et al., Cell 149, 1635 (2012).

5. G. Zheng et al., Mol. Cell 49, 18 (2013).

6. J.-M. Fustin et al., Cell 155, 793 (2013).

7. X. Wang et al., Nature 505, 117 (2014).

 

生物通编辑：叶予

生物通推荐原文摘要：

Internal mRNA Methylation Finally Finds Functions

Modification of internal adenosines in messenger RNA (mRNA) by methylation of the N6 position (m6A) was first observed almost four decades ago. Early work demonstrated that the m6A modification was quite common, occurring at an estimated frequency of three to five residues per mRNA. Nevertheless, the function, if any, of this modification remained enigmatic. The cloning in 1997 of a subunit of the RNA methylase complex (1) was followed by a period of fitful inactivity before the field reawakened in 2011 with the discovery of an enzyme, FTO (fat mass and obesity-associated protein), that was shown to catalyze the demethylation of internal m6A residues (2). The existence of a demethylase and the demonstration that m6A levels were raised when the enzyme was knocked down strongly suggested that at least some m6A modifications were reversible and might be subject to dynamic regulation. Since then, a series of papers have appeared in rapid succession, together providing a wealth of unequivocal evidence for m6A function. But these findings still have not led to a coherent picture of the number and variety of functions of the m6A modification.